QCM : Culture cellulaire — 29 questions

Explication

La culture cellulaire permet de faire croître des cellules hors de leur organisme ou milieu d’origine et possède des applications scientifiques, diagnostiques et médicales. Elle concerne bien des cellules isolées, et non une croissance exclusivement dans l’organisme ni la simple conservation de tissus.

Explication

La culture cellulaire permet d’étudier le cycle cellulaire, l’expression des gènes, le métabolisme et les fonctions cellulaires. Elle peut aussi contribuer au développement de cibles thérapeutiques ; elle n’empêche donc pas l’étude fonctionnelle et ne se limite pas aux tissus entiers.

Explication

La culture cellulaire facilite l’obtention de cellules homogènes et permet de contrôler les conditions expérimentales. En revanche, l’isolement modifie les communications cellulaires et peut altérer le comportement observé par rapport à l’organisme.

Explication

Les cellules en suspension se multiplient dans un milieu liquide sans support, tandis que les cellules adhérentes nécessitent un support. La présence ou l’absence de cette dépendance constitue donc une distinction importante entre les deux catégories.

Explication

Les tissus solides peuvent être dissociés par digestion enzymatique avec notamment la collagénase ou l’élastase, ainsi que par fragmentation mécanique. La collagénase et l’élastase sont des enzymes ; l’élastase n’agit donc pas par simple fragmentation mécanique.

Explication

La culture primaire dissociée provient de cellules directement isolées d’un tissu. La culture primaire d’explant conserve des amas cellulaires dans de petits fragments, tandis que la culture organotypique préserve un morceau de tissu ou un organe ; elle ne correspond donc pas à une suspension dissociée.

Explication

La purification cellulaire vise à obtenir une culture pure formée d’un seul type cellulaire à partir d’un tissu contenant plusieurs populations. Une préparation restant hétérogène ne correspond pas à l’objectif de purification.

Explication

La cytométrie couplée à un trieur utilise des anticorps couplés à des fluorochromes pour reconnaître les antigènes. Les cellules sont ensuite excitées individuellement par un laser et séparées ; le tri par densité relève plutôt de la centrifugation sur gradient.

Explication

Le tri magnétique des lymphocytes B utilise un anticorps anti-CD19 couplé à une bille magnétique, puis un aimant retient les cellules CD19 positives. Les marqueurs CD3, CD8 et CD4 ne correspondent pas au protocole décrit pour sélectionner ces lymphocytes B.

Explication

La culture commence par la récupération de l’échantillon puis sa mise en culture en P0. La prolifération atteint la confluence avant centrifugation, et le repiquage produit la culture secondaire P1. P0 désigne la culture primaire, tandis que la conservation intervient éventuellement en fin de processus.

Explication

Le glycérol et le DMSO sont des cryoprotecteurs employés lors de la congélation. L’azote liquide permet un stockage à environ $-196\ ^\circ\mathrm{C}$ et une conservation durant des années. La trypsine sert à décoller les cellules adhérentes, et non à les protéger du froid.

Explication

Après la confluence, les cellules adhérentes sont décollées avec de la trypsine puis centrifugées. Elles peuvent ensuite être repiquées à plus faible densité ou congelées. Le DMSO est un cryoprotecteur, la centrifugation suit le décollement et la densité de repiquage est diminuée.

Explication

Le dénombrement manuel commence par le décollement à la trypsine et la centrifugation. Le culot est récupéré, déposé sur une lame quadrillée, puis compté au microscope. Il s’agit donc d’un comptage microscopique manuel et non d’une mesure automatique.

Explication

Les cellules vivantes expulsent le colorant et restent donc non colorées. Les cellules mortes ne peuvent plus l’expulser et l’accumulent. L’absence de colorant caractérise ici les cellules vivantes, tandis que les cellules mortes restent colorées.

Explication

Une lignée cellulaire est une population homogène et stable après des mitoses successives. Les repiquages successifs lui confèrent théoriquement une capacité de division illimitée. La sénescence après un nombre limité de repiquages caractérise plutôt les cultures primaires.

Explication

Les cultures primaires s’épuisent généralement après environ une dizaine de repiquages. Les lignées continues peuvent maintenir une capacité de division illimitée et être immortalisées. L’immortalisation ne constitue donc pas la caractéristique habituelle d’une culture primaire.

Explication

La croissance cellulaire débute par une phase de quiescence ou de latence, suivie d’une phase exponentielle de prolifération intense. La phase stationnaire vient ensuite et correspond à une division qui cesse ou se stabilise. L’arrêt ou la stabilisation concerne donc la phase stationnaire, non la phase exponentielle.

Explication

La culture cellulaire utilise généralement 37 °C, environ 5 % de CO2 et une atmosphère humide. L’humidité limite l’évaporation, tandis que le CO2 participe au contrôle du pH et non à la prévention directe des contaminations.

Explication

Le milieu est maintenu autour de pH 7,4 grâce à des tampons comme l’HEPES et le bicarbonate, avec 5 à 7 % de CO2. Le CO2 forme de l’acide carbonique et acidifie donc le milieu, au lieu de le rendre alcalin.

Explication

La nutrition cellulaire requiert notamment du glucose comme source de carbone, des acides aminés comme source d’azote et des vitamines. Le FGF et le sérum de veau sont plutôt des facteurs de croissance ou des compléments, et non une source principale de carbone.

Explication

La stérilité repose sur le travail sous hotte à flux laminaire et sur l’emploi de milieux et d’instruments stériles. Des antibiotiques ou antifongiques peuvent compléter ces mesures, tandis que le CO2 ne constitue pas une méthode de stérilisation.

Explication

Le milieu conditionné est produit par un premier type cellulaire puis transféré vers la culture du second. Cette approche étudie les effets des molécules sécrétées sans transférer directement les cellules.

Explication

La culture 2D forme généralement une monocouche, alors que la culture 3D utilise une matrice ou un gel. Les systèmes 3D permettent des interactions dans toutes les dimensions et peuvent former des sphéroïdes.

Explication

Sous l’effet d’un flux, les cellules endothéliales s’alignent dans sa direction. Elles deviennent moins perméables et moins inflammatoires, avec un stress oxydant diminué, ce qui contredit les autres propositions.

Explication

Un bioréacteur reproduit des contraintes environnementales pertinentes pour les cellules. Ces contraintes peuvent être un flux, une tension ou une compression, afin de rapprocher la culture des conditions du milieu d’origine.

Explication

L’ingénierie tissulaire comprend le prélèvement et l’amplification des cellules dans une matrice adaptée aux conditions d’origine, puis la réimplantation du substitut chez l’hôte. Une simple culture destinée à l’analyse ne correspond pas à cette séquence, et la matrice en fait partie.

Explication

Les organoïdes servent à étudier les maladies, la toxicologie, le développement, les médicaments et les infections. Ils peuvent aussi contribuer à la médecine régénérative et au remplacement de l’expérimentation animale, mais ils ne sont pas destinés principalement à remplacer les cultures cellulaires classiques.

Explication

Le fractionnement débute par une homogénéisation en milieu isotonique. La lyse peut utiliser des moyens mécaniques, physiques, chimiques ou enzymatiques, puis les organites sont purifiés notamment par centrifugation, chromatographie ou électrophorèse; elle ne repose donc pas exclusivement sur une enzyme ni sur une filtration membranaire.

Explication

La centrifugation différentielle sépare progressivement les constituants en augmentant la vitesse et la durée de centrifugation. Les noyaux sont récupérés avant les mitochondries, les lysosomes, les microsomes ou l’appareil de Golgi; les mitochondries ne précèdent donc pas les noyaux.