QCM : Techniques d’analyse en oncogénétique (11 questions)

Questions et réponses du QCM

1. Quelle propriété définit un exon dans le processus d’expression génétique ?

Une séquence transcrite en ARNm
Une séquence identique à la référence
L’ensemble des exons du génome
Une séquence traduite directement en protéine

Une séquence transcrite en ARNm

Explication

Un exon est une séquence transcrite en ARNm. L’ensemble des exons correspond à l’exome, une séquence de référence n’est pas la définition d’un exon, et la traduction concerne la production de protéines.

2. Lorsqu’on décrit les principaux types de variants observés dans un gène, quelles catégories faut-il distinguer ?

Substitutions, insertions ou délétions, et réarrangements de grande taille
Variants pathogènes, neutres et de signification incertaine
Substitutions et modifications de la séquence protéique
Polymorphismes fréquents et variants rares

Substitutions, insertions ou délétions, et réarrangements de grande taille

Explication

Les principales catégories comprennent les substitutions, les insertions ou délétions, et les réarrangements de grande taille. Les variants pathogènes ou de signification incertaine relèvent de la signification clinique, tandis que la fréquence allélique décrit une autre caractéristique.

3. Une équipe doit choisir entre le séquençage du génome et celui de l’exome. Quelle comparaison décrit correctement leurs cibles et profondeurs respectives ?

Le génome couvre tout le génome à 30×, tandis que l’exome cible 23 000 gènes à 50×–100×
Le génome couvre tout le génome à 50×–100×, tandis que l’exome cible 23 000 gènes à 30×
Le génome cible les gènes d’intérêt à plus de 500×, tandis que l’exome couvre tout le génome à 30×
Le génome cible 23 000 gènes à 50×–100×, tandis que l’exome couvre tout le génome à 30×

Le génome couvre tout le génome à 30×, tandis que l’exome cible 23 000 gènes à 50×–100×

Explication

Le séquençage du génome cible l’ensemble du génome à 30×, alors que celui de l’exome cible 23 000 gènes à une profondeur de 50× à 100×. La profondeur supérieure à 500× caractérise le panel ciblé; les autres propositions inversent les cibles ou les profondeurs.

4. Pour examiner des gènes d’intérêt à une profondeur supérieure à 500× en choisissant l’option la plus économique parmi les stratégies présentées, quelle stratégie convient ?

Le séquençage de tout le génome à plus de 500×
Le séquençage du génome à 30×
Un panel ciblé de gènes d’intérêt
Le séquençage de l’exome à 50×–100×

Un panel ciblé de gènes d’intérêt

Explication

Le panel ciblé analyse les gènes d’intérêt à plus de 500× et constitue l’option la plus économique parmi les stratégies présentées. L’exome correspond à 50×–100×, tandis que le génome couvre l’ensemble du génome à 30×.

5. Quelle succession décrit les grandes étapes du séquençage par capture ?

Séquençage des échantillons, enrichissement des séquences, puis validation ciblée
Enrichissement des séquences d’intérêt, séquençage, puis analyse bio-informatique
Enrichissement des séquences, validation ciblée, puis analyse bio-informatique
Analyse bio-informatique, séquençage, puis enrichissement des séquences d’intérêt

Enrichissement des séquences d’intérêt, séquençage, puis analyse bio-informatique

Explication

Le processus commence par enrichir les séquences d’intérêt, puis les séquence et enfin les analyse par des méthodes bio-informatiques. La validation ciblée peut faire partie d’une démarche ultérieure, mais elle ne remplace pas l’étape de séquençage dans cette succession.

6. À partir de combien de lectures la séquence d’une région est-elle validée en séquençage Illumina ?

À partir de 30 lectures
À partir de 16 lectures
À partir de 70 lectures
À partir de 50 lectures

À partir de 30 lectures

Explication

Le cours indique qu’une région est validée lorsque sa séquence est soutenue par au moins 30 lectures. Le chiffre de 16 correspond aux SNP d’identitovigilance inclus dans la capture, et non à une profondeur de validation.

7. Quel est le rôle des catégories PVS, PS, PM et PP dans le système de points ACMG ?

Elles indiquent le degré de certitude associé aux données de ségrégation familiale.
Elles pondèrent des arguments en faveur de la pathogénicité, de très fort à faible.
Elles pondèrent des arguments en faveur du caractère bénin, de très fort à faible.
Elles déterminent le seuil de fréquence allélique utilisé pour classer un variant.

Elles pondèrent des arguments en faveur de la pathogénicité, de très fort à faible.

Explication

Ces catégories représentent des arguments en faveur de la pathogénicité, avec des poids décroissants de très fort à faible. Les catégories BA, BS et BP correspondent plutôt aux arguments en faveur du caractère bénin.

8. Une équipe observe qu’un variant est prédit comme nul dans un gène où la perte de fonction constitue un mécanisme pathogène connu. Quel critère ACMG peut-elle examiner, en tenant compte de la position du variant dans la protéine ?

PVS1, associé à un effet nul prédit dans ce contexte génétique
PP3, associé à des prédictions in silico concordantes d’un effet délétère
PM2, associé à une fréquence allélique très faible ou à l’absence dans gnomAD
PS3, associé à des études fonctionnelles montrant un effet délétère

PVS1, associé à un effet nul prédit dans ce contexte génétique

Explication

PVS1 concerne un effet nul prédit dans un gène où la perte de fonction est un mécanisme pathogène connu, avec prise en compte de la position dans la protéine. PS3 peut sembler pertinent puisqu’il porte aussi sur un effet délétère, mais il repose sur des études fonctionnelles bien établies plutôt que sur la prédiction d’un effet nul.

9. En quoi les limites des lectures courtes pour les variants en séquences répétées diffèrent-elles de celles concernant les faibles mosaïques ?

Les répétitions affectent surtout les régions codantes, tandis que les faibles mosaïques concernent les séquences régulatrices 5′.
Les répétitions empêchent l’analyse des ARN, tandis que les faibles mosaïques provoquent des erreurs de méthylation.
Les répétitions compliquent l’alignement, tandis que les faibles mosaïques peuvent être difficiles à détecter.
Les répétitions réduisent l’expression des deux allèles, tandis que les faibles mosaïques créent des exons cryptiques.

Les répétitions compliquent l’alignement, tandis que les faibles mosaïques peuvent être difficiles à détecter.

Explication

Les séquences répétées ou similaires à celles des pseudogènes compliquent l’alignement, alors que les faibles mosaïques constituent une autre limite des lectures courtes liée à leur détection. Les anomalies d’épissage et l’expression des allèles relèvent plutôt de l’analyse de l’ARN.

10. Quelle capacité distingue le séquençage de l’ARN dans l’étude des anomalies d’épissage ?

Il détecte les variants de nombre de copies en alignant les séquences sur le génome de référence.
Il permet de visualiser directement les anomalies d’épissage et l’inclusion d’exons cryptiques.
Il mesure la méthylation de l’ADN natif et produit des lectures dépassant 50 kb.
Il confirme un variant par séquençage ciblé sur un prélèvement indépendant.

Il permet de visualiser directement les anomalies d’épissage et l’inclusion d’exons cryptiques.

Explication

L’analyse de l’ARN permet d’observer directement les anomalies d’épissage, notamment l’inclusion d’un exon cryptique. La détection de la méthylation et les lectures de plus de 50 kb caractérisent plutôt la technologie Nanopore.

11. Pourquoi le séquençage de l’ARN peut-il ne pas permettre de distinguer l’expression des deux allèles d’un gène ?

Parce qu’en l’absence de variant dans le transcrit, les lectures ne permettent pas d’assigner les transcrits à un allèle
Parce que la RT-PCR mesure uniquement la quantité totale d’ARN sans lire les séquences
Parce que le séquençage de l’ARN ne peut analyser que les gènes exprimés dans tous les tissus
Parce que les transcrits alternatifs empêchent nécessairement toute détection des variants

Parce qu’en l’absence de variant dans le transcrit, les lectures ne permettent pas d’assigner les transcrits à un allèle

Explication

Sans variant présent dans le transcrit, les séquences observées ne fournissent pas de repère pour attribuer chaque lecture à l’un ou l’autre allèle. Les transcrits alternatifs et l’expression propre au tissu peuvent aussi compliquer l’interprétation, mais ne constituent pas la cause précise de cette impossibilité d’assignation.

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Mémorisez les réponses avec 10 flashcards sur Techniques d’analyse en oncogénétique.

Qu’est-ce qu’un exon ?

Une séquence transcrite en ARNm.

Quelle profondeur atteint le séquençage du génome ?

30×.

Qu’est-ce que l’exome ?

L’ensemble des exons du génome.

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