QCM : Édition du génome chez les plantes — 34 questions

Explication

L’universalité du code génétique permet à une cellule végétale d’interpréter une séquence codante provenant d’une bactérie. La présence d’un promoteur végétal n’est toutefois pas garantie dans un gène bactérien et relève de la construction génétique.

Explication

Un vecteur de transfert introduit un fragment d’ADN dans la cellule, puis dans le génome végétal, grâce à une méthode biologique, physique ou chimique. La régénération et l’évaluation de l’expression sont des étapes distinctes de la transgenèse.

Explication

La totipotence cellulaire désigne la capacité d’une cellule végétale à régénérer une plante entière. Elle ne doit pas être confondue avec la transformation, qui correspond à l’introduction de l’ADN.

Explication

La démarche commence par l’identification et l’isolement du gène, suivis de sa construction, de sa multiplication, du transfert et de la sélection, puis de la régénération et de l’évaluation. Les croisements avec une variété commerciale interviennent après ces étapes.

Explication

L’incorporation dans une variété commerciale se fait par croisements après la régénération des plantes transformées et l’évaluation de l’expression du gène. Les autres étapes citées précèdent le transfert ou la validation des plantes obtenues.

Explication

La coculture avec une suspension d’Agrobacterium transformé permet le transfert biologique de l’ADN, puis les cellules obtenues sont sélectionnées sur un milieu adapté. La sélection intervient donc après la transformation et ne réalise pas le transfert.

Explication

La biolistique introduit l’ADN en bombardant les tissus végétaux avec des microparticules qui en sont enrobées. La perméabilisation électrique correspond à l’électroporation, tandis que la coculture avec une bactérie relève d’Agrobacterium.

Explication

La transgenèse classique repose sur une insertion aléatoire par recombinaison illégitime et peut entraîner plusieurs insertions ainsi que des remaniements. Le ciblage génique, contrairement à cette approche, vise un locus déterminé par recombinaison homologue.

Explication

L’analyse des effets génomiques de la transgenèse fait partie de l’évaluation des risques prévue par la réglementation européenne. Elle ne remplace pas la caractérisation moléculaire et ne détermine pas à elle seule la méthode d’insertion.

Explication

Le DNA Damage Check Point détecte les cassures double-brin et ralentit ou arrête le cycle cellulaire pendant la réparation. Les voies de réparation, et non le point de contrôle lui-même, restaurent directement l’ADN cassé.

Explication

Les cassures double-brin peuvent résulter d’erreurs de réplication, de dérivés réactifs de l’oxygène, des UV, de produits chimiques ou de la radioactivité. Ces causes regroupent des dommages endogènes liés au fonctionnement cellulaire et des dommages exogènes liés à l’environnement.

Explication

La SSA exploite des régions répétées homologues séparées par la cassure, avec au moins 30 paires de bases d’homologie, et provoque de grandes délétions sans insertion de nucléotides. La ligature sans homologie correspond plutôt à la NHEJ, tandis que la micro-homologie courte caractérise la MMEJ.

Explication

La MMEJ utilise une micro-homologie de 5 à 25 paires de bases et ligature les extrémités indépendamment de Ku70/Ku80, ce qui produit des délétions et peut s’accompagner d’insertions de nucléotides. La NHEJ ne dépend pas d’une homologie, tandis que la SSA utilise des homologies plus longues.

Explication

Le ciblage génique consiste à insérer un fragment d’ADN exogène dans un locus choisi grâce à la recombinaison homologue. L’intégration aléatoire par recombinaison illégitime correspond à une stratégie différente.

Explication

Les principaux outils de ciblage génique sont le knock-out, le remplacement d’allèle et le landing-pad. La SSA et la MMEJ sont des mécanismes de réparation des cassures, et non des outils de ciblage génique.

Explication

L’efficacité se calcule par $E = \frac{\text{intégrations ciblées}}{\text{intégrations stables}}$, donc $E = \frac{12}{300} = 0{,}04$, soit 4 %. La valeur 0,25 correspondrait à une division incorrecte des deux effectifs.

Explication

La dominance haploïde expose directement les mutations, puisqu’elles ne peuvent pas être masquées par un second allèle. La régénération à partir de protoplastes est une autre caractéristique du modèle et n’explique pas cette facilité de détection.

Explication

Le double mutant rad51-1/2 est déficient pour le ciblage génique, tandis que les mutants simples ne sont pas affectés dans ce processus. Cette déficience ne concerne donc pas l’intégration aléatoire de l’ADN des mutants simples.

Explication

Une cassure double-brin dirigée peut multiplier par 10 à 100 la recombinaison homologue et la fréquence du ciblage génique. L’absence d’effet sur le ciblage correspond à la confusion avec une cassure non dirigée.

Explication

Les quatre grandes familles sont les méganucléases, les nucléases à doigts de zinc, les TALEN et CRISPR/Cas9. Les autres ensembles mélangent des enzymes, des composants moléculaires ou des outils d’édition qui ne constituent pas cette classification.

Explication

Une méganucléase est une endonucléase qui reconnaît un site relativement long, de 12 à 40 paires de bases, puis coupe l’ADN double-brin. La reconnaissance par doigts de zinc, par RVD ou par ARN guide caractérise d’autres systèmes.

Explication

Une ZFN combine un domaine de reconnaissance de l’ADN formé de doigts de zinc avec le domaine catalytique de FokI. Les répétitions TALE et dCas9 correspondent à d’autres outils, tandis que la transcriptase inverse appartient au prime editing.

Explication

La mutagenèse ciblée entraîne une modification du locus choisi, alors que l’insertion ciblée introduit une séquence d’ADN à cet endroit. Ces deux applications reposent sur l’induction d’une cassure double-brin ciblée, mais elles diffèrent par le résultat obtenu.

Explication

Les nickases provoquent des cassures simple-brin qui peuvent être religuées sans mutation, et leur emploi en paire augmente la longueur d’hybridation nécessaire à la cible. Elles ne bloquent donc pas toute réparation et ne rendent pas la coupure aléatoire.

Explication

CRISPRi emploie dCas9 et un ARN guide pour gêner l’élongation transcriptionnelle, la liaison de l’ARN polymérase ou l’accrochage de facteurs de transcription, sans coupure de l’ADN. Les conversions de bases et les cassures relèvent d’autres approches d’édition.

Explication

Le SDN-1 ne fournit pas d’ADN donneur et exploite la réparation de la cassure, ce qui peut produire des mutations ou des délétions responsables d’un knock-out. Le SDN-2 fournit au contraire une cassette servant de modèle pour modifier quelques bases.

Explication

Le SDN-2 utilise une cassette presque identique au locus cible, mais contenant quelques bases modifiées, afin de permettre un remplacement d’allèle par recombinaison homologue. Le SDN-3 est destiné à l’insertion d’un transgène, et non à une simple modification de quelques bases.

Explication

Le SDN-3 insère un transgène au niveau de la cassure, soit grâce à des régions homologues, soit par une recombinaison illégitime dirigée. La création de mutations ponctuelles sans donneur correspond plutôt au SDN-1.

Explication

La classification du JRC distingue les techniques selon leur cible ou leur type d’intervention : cassures double-brin, cassures simple-brin ou absence de cassure, modifications épigénétiques et action sur les ARN transcrits. Les autres regroupements mélangent des résultats, des méthodes ou des niveaux biologiques différents.

Explication

L’équivalence repose sur un maximum de 20 modifications génétiques par génome monoploïde par rapport à la plante initiale. Les autres seuils concernent des règles particulières de mutagenèse ciblée ou de cisgenèse, et non le critère général d’équivalence.

Explication

La règle autorise une substitution ou une insertion de 20 nucléotides au maximum, une délétion d’un nombre quelconque de nucléotides et au plus trois modifications par séquence codante. Le seuil de 20 nucléotides ne s’applique donc pas aux délétions.

Explication

La cisgenèse NGT-1 utilise une séquence présente dans le pool génique de l’espèce et exige qu’elle n’interrompe pas un gène endogène. Une séquence provenant d’une autre origine caractérise plutôt la transgenèse.

Explication

La transformation des lignées élites et des espèces mineures, comme l’hétérogénéité des marchés internationaux, fait partie des limites de l’édition du génome. Les autres propositions décrivent plutôt des capacités ou des perspectives d’application de ces techniques.

Explication

Les SDN peuvent introduire des assortiments d’allèles dans un génotype donné, pyramider des QTL dans des lignées élites et améliorer des espèces mineures sans croisement. La combinaison de génomes par reproduction sexuée relève plutôt du croisement conventionnel.